Ингибитор альдолазы альдометаниб имитирует глюкозное голодание, активируя лизосомальную AMPK.

Метаболизм природы, том 4, страницы 1369–1401 (2022 г.) Процитировать эту статью

20 тысяч доступов

13 цитат

76 Альтметрика

Подробности о метриках

Активность 5'-аденозинмонофосфат-активируемой протеинкиназы (AMPK) обратно коррелирует с клеточной доступностью глюкозы. Когда уровень глюкозы низкий, гликолитический фермент альдолаза не связывается с фруктозо-1,6-бисфосфатом (FBP) и вместо этого подает сигнал об активации лизосомальной AMPK. Здесь мы показываем, что блокирование связывания FBP с альдолазой с помощью небольшой молекулы альдометаниба избирательно активирует лизосомальный пул AMPK и оказывает благотворное метаболическое воздействие на грызунов. Мы идентифицировали альдометаниб при скрининге ингибиторов альдолазы и показали, что он предотвращает связывание FBP с альдолазой, связанной с v-АТФазой, и активирует лизосомальную AMPK, тем самым имитируя клеточное состояние глюкозного голодания. У мышей-самцов альдометаниб вызывает инсулиннезависимый сахароснижающий эффект, не вызывая гипогликемии. Альдометаниб также облегчает ожирение печени и неалкогольный стеатогепатит у самцов грызунов, страдающих ожирением. Более того, альдометаниб продлевает продолжительность жизни и здоровье как у Caenorhabditis elegans, так и у мышей. В совокупности альдометаниб имитирует и использует путь активации лизосомальной AMPK, связанный с голоданием глюкозы, для выполнения физиологических функций и может иметь потенциал в качестве терапевтического средства при метаболических нарушениях у людей.

AMPK является основным регулятором метаболического гомеостаза1,2,3. Он состоит из гетеротримерного комплекса каталитической α-субъединицы и регуляторных β- и γ-субъединиц, среди которых γ-субъединица обеспечивает сайты связывания регуляторных адениннуклеотидов АМФ, АДФ и АТФ, заселенность которых зависит от клеточного соотношения АМФ:АТФ и Соотношения АДФ:АТФ4,5,6,7,8. В зависимости от уровня глюкозы в клетках, а также от энергетического состояния, AMPK регулируется иерархическим пространственно-временным образом9,10,11,12. При падении уровня глюкозы и, следовательно, FBP, но до того, как клеточная энергия становится ограниченной, локализованная в лизосомах AMPK активируется через лизосомальную ось активации13,14. На этой оси недостаток FBP напрямую воспринимается лизосомальной протонной помпой, вакуолярной H+-АТФазой (v-АТФазой)-ассоциированной альдолазой, которая, в свою очередь, блокирует подсемейство временного рецепторного потенциала V (TRPV), локализованного в эндоплазматическом ретикулуме (ER). , преобразуя низкий уровень клеточной глюкозы в низкий сигнал кальция при контакте ЭР-лизосомы14,15. Затем TRPV взаимодействует с v-АТФазой, вызывая реконфигурацию комплекса альдолаза-v-АТФаза, что приводит к ингибированию v-АТФазы15. Таким образом, AXIN использует v-ATPase и связанный с ней Ragulator (состоящий из пяти субъединиц LAMTOR, LAMTOR1-5) в качестве мест стыковки для привязки печеночной киназы B1 (LKB1), вышестоящей киназы AMPK13,16. Это приводит к фосфорилированию AMPK по Thr172 и его активации. Важно отметить, что активация лизосомальной AMPK происходит in vivo при различных физиологических состояниях, таких как голодание и ограничение калорий14,17. Когда уровень клеточной энергии низкий, повышенный уровень AMP вызывает аллостерические изменения в AMPK, что позволяет ему образовывать комплекс с LKB1-связанным AXIN в цитозоле независимо от лизосомального пути, что приводит к активации цитозольного пула AMPK в дополнение к лизосомальный пул9,16. В случае сильного стресса, вызванного такими условиями, как сильное голодание и ишемия, митохондриальная AMPK также активируется независимым от AXIN способом9,18,19. После активации AMPK напрямую фосфорилирует несколько мишеней, ингибируя анаболизм и стимулируя катаболизм, тем самым сводя к минимуму потребление АТФ и стимулируя выработку АТФ для поддержания энергетического гомеостаза1,3. Например, ацетил-КоА-карбоксилазы (АСС1 и АСС2) являются субстратами AMPK для ингибирования синтеза жирных кислот и стимулирования окисления жирных кислот в условиях глюкозного/энергетического стресса20. AMPK также фосфорилирует белок, связывающий регуляторный элемент стеролового фактора транскрипции (SREBP)-1c, для подавления синтеза жирных кислот на уровне транскрипции21. Кроме того, активность AMPK также способствует ингибированию мишени рапамицинового комплекса 1 (TORC1) и, следовательно, синтеза белка путем фосфорилирования комплекса туберозного склероза и Raptor-субъединицы TORC1 в условиях глюкозного голодания22,23. Помимо блокирования анаболических процессов, AMPK фосфорилирует такие субстраты, как член 1 семейства доменов TBC1 (TBC1D1), чтобы способствовать поглощению глюкозы в скелетных мышцах24,25 и усилению гликолиза26. Кроме того, AMPK способствует аутофагии либо путем прямого фосфорилирования unc-51-подобной аутофагии, активирующей киназу 1 и Beclin-1, либо путем ингибирования комплекса TORC127,28,29. AMPK также играет решающую роль в стимулировании биогенеза митохондрий посредством повышения клеточных уровней NAD+ для активации сиртуинов, тем самым способствуя окислительному фосфорилированию и максимизируя эффективность производства АТФ30,31. Роль AMPK в ингибировании TORC1, инициации аутофагии, повышении НАД+ и активации сиртуинов связана с долголетием32. Эти плейотропные действия позволяют предположить, что AMPK является потенциальной терапевтической мишенью для лечения метаболических нарушений, таких как диабет и жировая болезнь печени33,34,35.

30%) on kinases examined (Supplementary Table 1)./p>3 g) over a period of 1 week; or (e) a severely ulcerated or bleeding tumour. Mice found dead were also noted at each daily inspection./p>

28%, vol/vol) in the LC–MS-grade water (mobile phase A) and LC–MS-grade 90% (vol/vol) acetonitrile in LC–MS-grade water (mobile phase B) run at a flow rate of 0.2 ml min−1. Metabolites were separated with the following HPLC gradient elution programme: 95% B held for 2 min, then to 45% B in 13 min, held for 3 min, and then back to 95% B for 4 min. The mass spectrometer was run on a Turbo V ion source in negative mode with a spray voltage of −4,500 V, source temperature of 550 °C, gas no.1 of 50 psi, gas no. 2 of 55 psi and curtain gas of 40 psi. Metabolites were measured using the MRM mode, and declustering potentials and collision energies were optimized through use of analytical standards. The following transitions were used for monitoring each compound: 505.9/158.9 and 505.9/408.0 for ATP; 425.9/133.9, 425.9/158.8 and 425.9/328.0 for ADP; 345.9/79.9, 345.9/96.9 and 345.9/133.9 for AMP, 662.0/540.1 for NAD+, and 149.9/114 for [U-13C]-glutamine. Data were collected using Analyst software (v.1.7.1, SCIEX), and the relative amounts of metabolites were analysed using MultiQuant software (v.3.0.3, SCIEX). Note that a portion of ADP and ATP could lose one or two phosphate groups during in-source fragmentation thus leaving the same m/z ratios as AMP and ADP, which were corrected according to their different retention times in column./p>28%) in LC–MS-grade water (mobile phase A) and LC–MS-grade 90% (vol/vol) acetonitrile in HPLC water (mobile phase B) run at a flow rate of 0.25 ml min−1. The analytes were separated with the following gradient programme: 95% B held for 1 min, increased to 50% B in 6 min, held for 1 min, and the post time was set 2 min. The QTRAP mass spectrometer used an Turbo V ion source. The ion source was run in negative mode with a spray voltage of −4,500 V, gas 1 of 50 psi, gas 2 of 55 psi and curtain gas of 35 psi. Metabolites were measured using MRM, and declustering potentials and collision energies were optimized through use of analytical standards. The following transitions were used for monitoring each compound: 163.0/85.0 and 163.0/119.0 for 2-DG; 243.0/96.9, 243.0/78.9 and 243.0/139.0 for 2-DG6P and 149.9/114 for [U-13C]-glutamine. Data were collected and processed as in adenylates or NAD+ measurement./p> 0.05). For comparison between multiple groups with two fixed factors, an ordinary two-way ANOVA or two-way RM ANOVA (for example, for GTT and ITT data) was used, followed by Tukey’s or Sidak’s multiple-comparisons test. Geisser–Greenhouse correction was used where applicable. The adjusted means and s.e.m., or s.d., were recorded when the analysis met the above standards. Differences were considered significant when P < 0.05, or P > 0.05 with large differences of observed effects (as suggested in refs. 143,144). All specific statistical details can be found in the figure captions and statistical data. All images shown without biological replicates are representative of a minimum of three independent experiments./p>